DNA 전기 영동편집자 확인

전기영동은 전기장 내에서 하전된 입자가 매질을 통해 이동하는 현상을 이용하여 물질을 분리하는 기술이다. 이 기술은 주로 생물학적 거대분자, 특히 DNA, RNA, 단백질 등을 크기나 전하에 따라 분리하고 분석하는 데 널리 사용된다.

기본적으로 전기영동 장치는 양극과 음극을 연결한 전원 공급 장치와 이를 담는 영동조, 그리고 분리가 일어나는 매질(보통 겔)로 구성된다. 시료는 매질의 한쪽 끝(일반적으로 음극 쪽)에 로딩되고 전압을 가하면, 분자들은 자신의 순 전하에 따라 반대 전하의 전극을 향해 이동한다. 이동 속도는 분자의 전하량, 크기와 모양, 사용된 매질의 종류와 농도, 그리고 가해진 전압 등 여러 요인에 의해 결정된다.

DNA 전기영동에서 가장 일반적으로 사용되는 매질은 아가로스 겔이다. 이 겔은 다공성 구조를 형성하여 분자체 역할을 하여, 작은 DNA 조각이 겔의 구멍을 빠르게 통과하는 반면, 큰 DNA 조각은 더 천천히 이동하게 한다. 결과적으로 DNA 조각들은 크기에 따라 분리되어 겔 위에 서로 다른 위치의 밴드로 나타난다.

이 과정을 통해 연구자는 혼합물 속에 존재하는 DNA 조각들의 크기 분포를 확인하고, 표준 크기 마커와 비교하여 미지 시료의 DNA 크기를 추정할 수 있다. 전기영동은 분자생물학 연구의 기초적이면서도 필수적인 분석 도구로 자리 잡았다.

DNA 분자는 인산기로 구성된 골격을 가지고 있다. 각 인산기는 pH 7~8의 일반적인 전기영동 완충액 조건에서 음전하를 띤다. 이 때문에 DNA 분자 전체는 균일한 음전하 밀도를 가지게 되어, 전기장이 걸리면 양극(+)으로 끌려가는 것이 아니라 음극(-)으로부터 양극(+) 방향으로 이동한다[1].

DNA 분자의 이동 속도는 주로 그 크기(길이)에 의해 결정된다. 더 긴 DNA 분자는 겔의 그물망 구조를 통과하는 데 더 많은 저항을 받아 상대적으로 느리게 이동한다. 반면, 짧은 DNA 분자는 그물망을 더 쉽게 통과하여 빠르게 이동한다. 이 차이는 겔 농도가 높을수록 더 뚜렷해진다. 이동 속도는 일반적으로 분자량의 대수에 반비례하는 관계를 보인다.

DNA의 형태도 이동도에 영향을 미친다. 일반적인 선형 이중가닥 DNA와는 달리, 플라스미드 DNA는 공유결합적으로 닫힌 원형, 열린 원형, 선형 등 다양한 형태를 가질 수 있으며, 이들은 크기가 같아도 겔 내에서 서로 다른 위치에 밴드를 형성한다.

겔 매질은 DNA 분자가 크기에 따라 분리될 수 있는 다공성 네트워크를 제공합니다. 가장 흔히 사용되는 겔은 아가로스와 폴리아크릴아마이드입니다. 아가로스 겔은 비교적 큰 구멍 크기를 가지며, 수백 염기쌍(bp)에서 수만 염기쌍에 이르는 큰 DNA 단편의 분리에 적합합니다. 반면, 폴리아크릴아마이드 겔은 훨씬 더 조밀한 구조를 형성하여 단일 염기쌍 차이까지 구별할 수 있을 정도로 작은 DNA 단편(보통 500bp 미만)의 고해상도 분리를 가능하게 합니다.

겔의 농도는 분리 효율을 결정하는 핵심 변수입니다. 일반적으로 낮은 농도의 겔(예: 0.7% 아가로스)은 큰 구멍을 만들어 큰 DNA 분자의 이동을 용이하게 하고, 높은 농도의 겔(예: 2% 아가로스 또는 8% 폴리아크릴아마이드)은 작은 구멍을 만들어 작은 DNA 분자의 분해능을 향상시킵니다. 적절한 농도의 겔을 선택하는 것은 목표 DNA 단편의 크기 범위에 따라 달라집니다.

또한, 겔 매질은 시료가 로딩된 우물에 물리적 지지를 제공하고, 전기 영동 과정에서 발생하는 열을 흡수하여 DNA의 변성을 방지하는 역할도 합니다. 겔 내부의 완충액은 전기 전도성을 유지하고 pH를 안정화시켜 DNA가 일정한 속도로 이동할 수 있는 환경을 조성합니다.

DNA 전기 영동에 사용되는 겔 매질은 주로 아가로스 겔과 폴리아크릴아마이드 겔 두 가지가 있다. 이들은 각각 다른 물리적 특성과 분리 능력을 가지며, 분석 대상 DNA 조각의 크기 범위에 따라 선택적으로 사용된다.

아가로스 겔은 홍조류에서 추출한 다당류인 아가로스를 용융시켜 굳힌 다공성 매질이다. 일반적으로 0.5%에서 2% 사이의 농도로 제조되며, 농도가 낮을수록 겔의 공극 크기가 커져 더 큰 DNA 분자의 이동이 용이해진다. 이 겔은 주로 100bp에서 25kb 사이의 비교적 큰 DNA 조각을 분리하는 데 적합하다. 제조와 취급이 비교적 간단하고 비용이 저렴하며, 에티듐 브로마이드와 같은 염색제와의 호환성이 좋다는 장점이 있다. 따라서 제한효소 절단 분석, 클로닝 확인, PCR 산물의 크기 확인 등 일상적인 실험에 널리 사용된다.

반면, 폴리아크릴아마이드 겔은 아크릴아마이드와 비스-아크릴아마이드를 중합시켜 만든 합성 고분자 겔이다. 일반적으로 농도는 3.5%에서 20% 사이이며, 공극 크기가 매우 작고 균일하다. 이 특성 덕분에 단일 염기쌍 수준의 차이까지 구분할 수 있는 높은 분해능을 제공한다. 주로 10bp에서 1,000bp 사이의 작은 DNA 조각, 예를 들어 DNA 염기서열 분석이나 단일염기다형성 분석에 필수적으로 사용된다. 그러나 제조 과정에서 독성이 있는 미중합 단량체를 다루어야 하며, 아가로스 겔에 비해 제작이 복잡하고 시간이 더 소요된다는 단점이 있다.

두 겔의 주요 특성을 비교하면 다음과 같다.

실험자는 분석하고자 하는 DNA 샘플의 예상 크기와 요구되는 분해능에 따라 적절한 겔의 종류와 농도를 선택한다.

전기영동 실험의 핵심 장비는 전원 공급 장치와 영동조로 구성된다. 전원 공급 장치는 직류(DC) 전압을 생성하여 겔의 양단에 전기장을 형성하는 역할을 한다. 일반적으로 0에서 300V(또는 그 이상)까지 조절 가능한 정전압 모드를 사용하며, 일부 장치는 전류나 전력 제어 기능도 제공한다. 안정적인 전압 공급은 DNA 조각들의 균일한 이동을 보장하고, 과도한 열 발생을 방지하는 데 중요하다.

영동조(전기영동 탱크)는 겔을 담고 전기영동 완충액으로 채워지는 용기이다. 주로 플라스틱으로 제작되며, 양쪽 끝에 전극(음극과 양극)이 위치한다. 겔은 완충액에 잠긴 상태로 장치 중앙에 배치되며, 완충액은 전류를 전도하고 겔의 온도를 일정하게 유지하는 역할을 한다. 영동조의 뚜껑은 전원 공급 장치와 연결하는 안전한 커넥터를 포함하여, 실험자가 전극에 직접 접촉하는 것을 방지하는 안전 장치를 갖추고 있다.

실험 설정 시에는 전극의 극성을 정확히 확인하는 것이 필수적이다. DNA 분자는 음전하를 띠기 때문에, 시료가 로딩된 겔의 끝부분은 음극(-)에, 반대쪽 끝은 양극(+)에 위치시켜야 한다. 이렇게 하면 DNA가 양극 방향으로 이동하게 된다. 전압 설정(V/cm)은 사용하는 겔의 종류와 목적에 따라 달라지며, 너무 높은 전압은 겔을 과열시키거나 DNA 밴드를 번지게 만들 수 있다.

시료 로딩은 준비된 겔의 우물(well)에 DNA 샘플을 정확하게 주입하는 과정이다. 이때 샘플은 로딩 버퍼와 혼합되어 사용된다. 로딩 버퍼는 밀도를 높여 샘플이 우물 바닥으로 가라앉도록 하는 글리세롤 또는 수크로스, 진행 상황을 모니터링할 수 있게 해주는 추적 염색제(주로 브로모페놀 블루 또는 자일렌 시아놀), 그리고 DNA의 안정성을 유지하는 EDTA 등을 포함한다.

표지자(DNA ladder 또는 DNA marker)는 반드시 함께 로딩해야 하는 필수 시료이다. 표지자는 알려진 길이의 DNA 단편들로 구성된 혼합물로, 실험 샘플의 DNA 크기를 추정하는 데 사용되는 척도 역할을 한다. 표지자는 샘플이 로딩된 우물 옆의 우물에 로딩하는 것이 일반적이다.

로딩은 마이크로피펫을 사용하여 수행한다. 피펫 팁을 우물 내 영동 버퍼 속에 살짝 담근 후, 샘플을 천천히 주입하여 우물 바닥에 고르게 쌓이게 한다. 너무 빠르게 주입하거나 팁을 깊숙이 찌르면 겔 바닥이 손상되어 밴드 모양이 일그러질 수 있다. 일반적인 로딩 볼륨은 우물 크기에 따라 다르지만, 미니겔의 경우 10-20 µL 정도이다.

아가로스 겔 또는 폴리아크릴아마이드 겔을 제조하기 위해서는 먼저 적절한 농도의 겔 분말을 완충 용액에 용해시킨다. 아가로스 겔의 경우, 분말을 TAE 완충액이나 TBE 완충액과 함께 가열하여 완전히 녹인 후, 실온에서 약간 식혀 에틸리듐 브로마이드 같은 핵산 염색제를 첨가한다. 이어서 겔 트레이에 코빗을 삽입하고 액체 상태의 겔을 부어 굳힌다. 겔이 완전히 고체화되면 코빗을 조심히 제거하여 시료를 넣을 우물을 만든다.

시료 로딩 단계에서는 먼저 분석할 DNA 시료에 로딩 버퍼를 혼합한다. 로딩 버퍼는 시료에 밀도를 부여하여 우물 바닥으로 가라앉게 하고, 브로모페놀 블루나 자일렌 사이아놀 같은 추적 염색제를 포함하여 전기영동 진행 상황을 가시적으로 추적할 수 있게 한다. 마이크로피펫을 사용하여 혼합된 시료를 겔의 우물에 정확하게 주입한다. 일반적으로 가장자리 우물 하나에는 DNA 사다리라고 불리는 표준 크기 마커를 로딩하여 이후 DNA 단편의 크기를 추정하는 기준으로 삼는다.

영동 실행 조건은 DNA 분리의 해상도와 효율성을 결정하는 핵심 요소이다. 주로 인가되는 전압, 영동 시간, 그리고 완충 용액의 조성과 온도가 주요 변수로 작용한다.

일반적으로 낮은 전압(예: 1-5 V/cm)에서는 DNA 분자의 크기별 분리가 더 선명하게 이루어지지만, 영동 시간이 길어지는 단점이 있다. 반면 높은 전압을 사용하면 분석 시간은 단축되지만, 분해능이 떨어지고 겔의 발열로 인해 DNA 변성이나 겔의 용융이 발생할 수 있다. 적절한 전압은 사용하는 겔의 농도와 분석하려는 DNA의 크기 범위에 따라 조정된다. 예를 들어, 큰 DNA 조각(>10 kb)을 분리할 때는 낮은 전압을 장시간 적용하는 것이 유리하다.

영동 완충 용액으로는 주로 TAE 완충액 또는 TBE 완충액이 사용된다. TBE 완충액은 TAE 완충액에 비해 완충 능력이 더 뛰어나 장시간 영동에 적합하며, 특히 작은 DNA 조각(<1 kb)의 분리에 선명한 밴드를 제공한다. 그러나 TBE 완충액은 다음 단계인 DNA 정제 과정에서 방해가 될 수 있는 붕산 이온을 포함하고 있다. 영동 중 발생하는 열은 분리 효율을 저하시키므로, 냉각 장치를 갖춘 영동조를 사용하거나 얼음 속에서 실행하는 것이 바람직하다.

DNA는 자외선 영역에서 빛을 흡수하지만, 그 정도가 약해 겔 상태에서는 직접 관찰이 어렵다. 따라서 전기영동이 끝난 후, DNA 분자를 가시화하기 위해 특정 염료를 사용해 염색하는 과정이 필수적이다. 가장 널리 쓰이는 염료는 에티듐 브로마이드이다. 이 물질은 DNA의 염기 사이에 끼어들어(인터칼레이션) 자외선(주로 302nm 또는 365nm 파장)을 쪼이면 주황색-적색 형광을 발한다[3].

염색 방법은 크게 겔을 염료 용액에 담가 침지하는 방법(침지 염색법)과 전기영동 버퍼나 겔 자체에 미리 염료를 첨가하는 방법(사전 혼합법)으로 나뉜다. 침지법은 염색 후 탈색 과정을 통해 배경 신호를 낮출 수 있어 선명한 결과를 얻는 데 유리하다. 에티듐 브로마이드 외에도 SYBR Safe, 젤레드 등 상대적으로 안전한 형광 염료들이 개발되어 널리 사용된다.

염색된 겔은 자외선 투과기를 이용해 관찰하고 촬영한다. DNA 분자는 크기에 따라 분리된 위치에 밴드 형태로 나타난다. 밴드의 밝기는 해당 위치의 DNA 양에 비례하므로, 정성적 분석은 물론 반정량적 분석도 가능하다. 촬영 시에는 적절한 필터를 사용해 형광 신호를 포착하며, 디지털 이미지 분석 소프트웨어를 활용해 정확한 크기 분석을 수행한다.

DNA 크기 측정은 DNA 전기 영동 결과를 정량적으로 분석하는 핵심 단계이다. 이를 위해 표준 마커 또는 사이즈 마커라고 불리는, 알려진 길이의 DNA 단편 혼합물을 겔의 한 웰에 함께 전개한다. 실험 샘플의 DNA 밴드가 이동한 거리는 이 마커 밴드들의 이동 거리와 비교되어 해당 DNA 단편의 크기(염기쌍 수)를 추정하는 데 사용된다.

표준 마커는 일반적으로 100bp에서 10,000bp 이상에 이르는 다양한 크기의 DNA 단편으로 구성된다. 흔히 사용되는 마커로는 람다 DNA의 HindIII 제한효소 절단물, 1kb 래더 마커 등이 있다. 실험 목적에 따라 적절한 크기 범위를 가진 마커를 선택하는 것이 중요하다. 예를 들어, 작은 PCR 산물을 분석할 때는 100bp 단위의 마커가, 큰 유전체 DNA 절편을 분석할 때는 1kb 이상의 마커가 유용하다.

크기 측정은 주로 세미로그 그래프(semi-log graph)를 이용한 표준 곡선을 작성하여 수행된다. 표준 마커 각 밴드의 이동 거리(또는 상대 이동도)를 x축으로, 해당 밴드의 알려진 크기(염기쌍 수)의 로그 값을 y축으로 하여 그래프를 그린다. 이렇게 얻어진 표준 곡선에 미지 샘플 DNA 밴드의 이동 거리를 대입하여 그 크기를 추정한다.

표준 마커를 사용할 때는 실험 샘플과 동일한 조건(겔 농도, 전압, 염색 방법 등)으로 전개되어야 정확한 비교가 가능하다는 점에 유의해야 한다. 또한, 겔의 농도가 높을수록 작은 DNA 단편의 분리가 잘 되고, 낮을수록 큰 단편의 분리가 용이하므로, 목표하는 DNA 크기 범위에 맞춰 겔 조건을 최적화하는 것이 정확한 측정의 핵심이다.

DNA 겔에서 관찰되는 밴드 패턴은 시료에 포함된 DNA 분자의 크기, 양, 상태에 대한 정보를 제공한다. 일반적으로 밴드는 밝고 날카로울수록 해당 크기의 DNA가 많이 존재함을 의미한다. 반대로 번지거나 흐릿한 밴드는 DNA가 분해되었거나, 과부하되었거나, 염색 과정에 문제가 있음을 시사한다.

예상 위치보다 높거나 낮게 나타나는 비정상적인 밴드는 추가 분석이 필요하다. 밴드가 예상보다 높은 위치(겔 상단)에 나타나면 DNA 분자가 예상보다 크거나, 이형 이중체를 형성했을 수 있다. 반대로 예상보다 낮은 위치(겔 하단)에 나타나면 DNA가 작은 조각으로 추가 절단되었거나, 표준 마커와의 비교 오류일 수 있다. 단일 밴드 대신 여러 개의 밬드가 스머(smear) 형태로 나타나는 것은 DNA가 무작위로 분해되었음을 나타내며, 주로 시료 처리 중 발생하는 문제이다.

특정 응용 분야에서는 밴드 패턴이 질적 판단의 기준이 된다. 예를 들어, 제한효소 절단 분석에서는 절단 패턴이 예상과 일치하는지 확인하여 DNA 서열의 변이를 탐지한다. PCR 산물 확인에서는 목표 크기의 단일하고 선명한 밴드가 특이적 증폭의 지표가 된다. DNA 지문 분석에서는 다수의 변이수 영역에서 개인별로 고유한 밴드 패턴이 생성되어 식별에 활용된다.

DNA 전기 영동은 DNA 조각을 크기별로 분리하는 과정 자체가 곧 분리 및 정제의 핵심 단계이다. 실험에서 얻은 DNA 혼합물(예: 제한효소 처리 산물, PCR 산물, 또는 추출한 총 DNA)을 겔에 주입하고 전압을 가하면, 음전하를 띤 DNA 분자가 양극 쪽으로 이동한다. 이때 겔의 그물망 구조가 분자의 통과를 방해하는 장애물 역할을 하여, 작은 DNA 조각은 빠르게, 큰 DNA 조각은 느리게 이동한다. 일정 시간 영동 후, 크기가 다른 DNA 조각들은 서로 다른 위치에 띠(밴드) 형태로 분리되어 나타난다.

분리된 특정 DNA 밴드는 겔로부터 다시 추출하여 정제할 수 있다. 가장 일반적인 방법은 자외선 조사 하에서 밴드의 위치를 확인한 후, 해당 겔 조각을 칼로 잘라내는 것이다. 잘라낸 겔 조각에는 목표 DNA가 함유되어 있으며, 이를 다양한 상업적 키트(예: 실리카 멤브레인을 이용한 방법)를 사용하여 겔 매질로부터 DNA를 정제한다. 이렇게 정제된 DNA는 클로닝, 염기서열 분석, 또는 기타 분자생물학 실험에 바로 사용할 수 있다.

DNA 전기 영동을 통한 분리 및 정제는 그 정밀도와 용이성 덕분에 필수적인 기술로 자리 잡았다. 예를 들어, 플라스미드 DNA를 제한효소로 자른 뒤, 원하는 크기의 삽입편을 겔에서 분리하여 정제하는 것은 클로닝의 표준 절차이다. 또한, PCR 반응 후 생성된 산물이 예상 크기의 단일 밴드로 나타나는지 확인하고, 필요시 정제하는 데에도 광범위하게 활용된다.

제한효소 절단 분석은 특정 DNA 서열의 존재 여부나 구조적 변이를 확인하기 위한 핵심 응용법이다. 이 방법은 서열 특이적으로 DNA를 절단하는 제한효소를 이용하여 DNA 샘플을 처리한 후, 생성된 DNA 단편을 DNA 전기 영동으로 분리하고 분석하는 과정을 포함한다.

분석 절차는 먼저, 분석 대상 DNA를 하나 이상의 제한효소로 처리한다. 효소 반응 후, 절단된 DNA 단편 혼합물을 아가로스 겔에 로딩하여 전기영동을 수행한다. 절단되지 않은 대조군 DNA와 함께 전기영동하면, 효소 처리에 의해 DNA 단편의 크기와 수가 어떻게 변화했는지를 명확히 관찰할 수 있다. 겔 상에 나타나는 밴드의 패턴은 해당 DNA의 제한효소 인식 부위 지도를 반영하며, 이를 제한효소 지도라고 부른다.

이 분석법의 주요 활용은 다음과 같다.

예를 들어, 어떤 유전자에 특정 돌연변이가 존재하면 본래의 제한효소 절단 부위가 사라지거나 새로운 부위가 생성될 수 있다. 이 경우 야생형과 돌연변이형 DNA는 전기영동 후 서로 다른 밴드 패턴을 보이게 되어 돌연변이의 유무를 쉽게 스크리닝할 수 있다. 이 방법은 제한효소 절단 단편 길이 다형성(RFLP) 분석의 기초를 이룬다.

PCR 산물 확인은 DNA 전기 영동의 가장 일반적인 응용 분야 중 하나이다. PCR 반응 후, 생성된 DNA 단편(산물)의 존재 여부, 크기, 특이성 및 양을 검증하기 위해 반드시 수행되는 필수적인 단계이다. 목표 DNA 서열이 올바르게 증폭되었는지를 신속하게 판단할 수 있게 해준다.

실험 과정은 아가로스 겔을 제조하고, PCR 반응액 일부를 로딩 버퍼와 혼합하여 겔의 우물에 주입하는 것으로 시작한다. DNA 표지자를 함께 주입하여 추정 크기를 비교하는 기준으로 사용한다. 전기영동 실행 후, 에티듐 브로마이드나 SYBR Safe 같은 핵산 염색 시약으로 염색하여 자외선 조사 하에서 밴드를 관찰한다. 성공적인 PCR의 경우, 예상 크기에 해당하는 위치에 선명한 단일 밴드가 나타난다.

결과 해석은 밴드의 패턴을 통해 이루어진다. 예상 크기의 단일 밴드는 특이적 증폭이 성공했음을 나타낸다. 밴드가 없으면 증폭이 실패했음을, 여러 개의 밴드나 스미어(smear) 형태가 나타나면 프라이머의 비특이적 결합이나 반응 조건이 최적화되지 않았음을 시사한다. 또한 밴드의 강도는 상대적인 DNA 양에 대한 정성적 정보를 제공하여 증폭 효율을 가늠하게 해준다. 이 방법은 클로닝, 염기서열 분석, 진단 등 후속 실험을 진행하기 전에 PCR 결과의 신뢰성을 확보하는 데 핵심적인 역할을 한다.

DNA 지문 분석은 DNA 전기 영동을 활용하여 개인의 고유한 DNA 패턴을 밝혀내는 기술이다. 이 방법은 제한효소 절단 부위 길이 다형성 분석을 기반으로 한다. 개인마다 게놈 내에 존재하는 특정 단순염기서열 반복 영역의 반복 횟수가 다르기 때문에, 이를 절단하는 제한효소로 처리하면 각기 다른 길이의 DNA 단편이 생성된다. 이 단편들을 전기영동으로 분리하면 개인을 식별할 수 있는 고유한 밴드 패턴이 나타난다.

분석 절차는 먼저, 샘플 DNA를 여러 개의 제한효소로 처리하여 다양한 위치에서 절단한다. 생성된 DNA 단편들은 아가로스 겔 전기영동을 통해 크기별로 분리된다. 이후 염색 과정을 거쳐 가시화된 밴드 패턴을 사진으로 기록한다. 이 패턴은 마치 사람의 지문처럼 개인마다 독특하여, 동일한 개체에서 채취한 샘플은 일치하는 패턴을 보이지만 다른 개체의 패턴과는 명확히 구분된다.

이 기술의 주요 응용 분야는 다음과 같다.

DNA 지문 분석은 1985년 앨릭 제프리스에 의해 개발되었으며, 그 강력한 식별 능력으로 법의학과 유전학 연구에 혁명을 가져왔다[6]. 이후 더 정밀하고 자동화된 단일염기다형성 분석이나 염기서열 분석 기술이 등장했지만, DNA 지문 분석은 여전히 특정 분야에서 중요한 도구로 사용되고 있다.

DNA 전기 영동 실험에서 흔히 발생하는 오류는 크게 겔 관련 문제, 영동 조건 문제, 시료 처리 문제로 나눌 수 있다. 이러한 오류는 예상치 못한 밴드 패턴이나 약한 신호, 왜곡된 결과를 초래한다.

가장 흔한 문제 중 하나는 겔의 품질이다. 아가로스 겔을 너무 빨리 굳히거나 두께가 일정하지 않으면 전기장이 균일하게 적용되지 않아 밴드가 휘는 현상이 발생한다. 또한, 영동 완충액(TAE 완충액 또는 TBE 완충액)을 재사용하거나 희석이 잘못되면 이온 강도와 pH가 변해 DNA의 이동도에 영향을 미친다. 시료 준비 과정에서도 오류가 빈번하다. DNA 시료에 염이나 단백질 같은 불순물이 너무 많으면 시료 우물(well)에서 제대로 빠져나오지 못하거나, 전기영동 완충액과의 전기 전도도 차이로 인해 밴드가 휘는 원인이 된다.

이러한 오류를 해결하고 최적의 결과를 얻기 위해서는 몇 가지 기본적인 점검을 수행해야 한다. 겔은 사용 직전에 제조하고, 완충액은 신선하게 준비하며, 권장되는 전압(보통 5-10 V/cm)을 준수하여 열 생성을 최소화해야 한다. 시료는 적절한 농도로 로딩하고, DNA 표준 마커를 반드시 함께 전기영동하여 크기 비교의 기준을 마련한다. 밴드가 보이지 않을 경우, DNA 농도를 측정하거나 에틸브롬화물 대신 보다 민감한 SYBR Safe 등의 염색법을 사용해 볼 수 있다.

전압, 겔 농도, 영동 시간 등 조건을 체계적으로 조절하여 원하는 분리 효율을 얻을 수 있다. 일반적으로 낮은 전압(1-5 V/cm)은 큰 DNA 조각(>10 kb)의 분리에 유리하며, 높은 전압(5-10 V/cm)은 작은 조각의 빠른 분리에 사용된다. 그러나 전압이 너무 높으면 발열로 인해 겔이 녹거나 DNA 밴드가 퍼지는 현상이 발생할 수 있다.

아가로스 겔의 농도는 분해능을 결정하는 핵심 요소이다. 표준적인 농도 선택 기준은 다음과 같다.

영동 완충액의 pH와 이온 강도는 안정적인 전류 유지에 중요하다. 주로 사용되는 TAE 완충액은 저가이며, TBE 완충액은 완충 능력이 더 뛰어나 긴 시간 영동이나 고해상도 분리에 적합하다. 완충액은 여러 번 재사용하면 pH와 이온 강도가 변해 결과에 영향을 줄 수 있으므로 정기적으로 교체하는 것이 좋다.

시료 로딩 시에는 로딩 완충액에 포함된 글리세롤이나 픽크가 시료가 웰 바닥으로 가라앉도록 하며, 브로모페놀 블루나 자일렌 사이아놀 같은 추적 염색제는 영동 진행 정도를 모니터링하는 데 도움을 준다. 에티듐 브로마이드 같은 핵산 염색제는 보통 겔 제조 시나 영동 후 염색 목적으로 사용되며, 안전 규정을 준수하여 다루어야 한다.

모세관 전기영동은 DNA 전기 영동의 한 형태로, 고체 겔 대신 얇은 모세관을 채움질로 사용하여 핵산이나 단백질을 분리하는 기술이다. 이 방법은 폴리아크릴아마이드나 아가로스를 채운 모세관 내부에서 시료가 이동하며, 고전적인 평판 겔 전기영동에 비해 분석 속도가 빠르고 자동화가 용이하다는 장점을 가진다. 주로 DNA 염기서열 분석이나 단일염기다형성 분석과 같은 정밀한 분석에 활용된다.

분리 원리는 평판 겔 전기영동과 유사하게 시료의 크기와 전하 차이에 기반한다. 그러나 모세관의 매우 좁은 내경(보통 25-100 마이크로미터)은 높은 표면적 대 부피 비율을 생성하여 효율적인 열 발산을 가능하게 한다. 이는 높은 전압의 적용을 허용하여 분리 속도를 크게 향상시킨다. 시료는 모세관의 한쪽 끝에 주입된 후 고전압이 인가되면 매질을 통해 이동하며, 검출기는 모세관의 다른 쪽 끝에 위치하여 통과하는 시료를 실시간으로 검출한다.

이 기술의 주요 응용 분야는 다음과 같다.

모세관 전기영동은 높은 처리량, 자동화, 적은 시료 및 시약 소모량 덕분에 유전체학과 프로테오믹스 연구에서 핵심적인 도구로 자리 잡았다. 그러나 장비 비용이 높고, 평판 겔에 비해 분리된 시료를 회수하기 어려운 단점도 존재한다.

펄스필드 겔 전기영동은 일반적인 아가로스 겔 전기영동으로는 분리하기 어려운 매우 큰 DNA 분자(수십 킬로베이스에서 수 메가베이스 크기)를 분리하기 위해 개발된 특수한 전기영동 기술이다. 이 기술은 1984년 데이비드 C. 슈워츠와 찰스 캔터에 의해 처음 소개되었다[8].

기본 원리는 전기장의 방향을 주기적으로 바꾸어(펄스) 큰 DNA 분자가 겔의 그물망 구조를 통해 굴곡진 경로로 이동하도록 유도하는 것이다. 매우 큰 DNA 분자는 일반적인 일방향 전기장 하에서는 겔의 구멍에 걸려 거의 움직이지 못하지만, 전기장 방향이 바뀔 때마다 분자의 방향을 재정렬하며 천천히 지그재그로 이동한다. 이 이동 속도는 DNA의 크기와 펄스 조건에 따라 달라지므로 크기별 분리가 가능해진다.

주요 펄스필드 방식은 적용하는 전기장의 각도와 형태에 따라 여러 가지가 개발되었다. 각 방식은 특정 크기 범위의 DNA 분리에 최적화되어 있다.

이 기술은 염색체 전체를 분리하는 데 핵심적으로 사용된다. 진핵생물의 각 염색체는 수 메가베이스 크기의 거대한 DNA 분자이므로, 효모 인공 염색체나 박테리아의 전체 게놈을 분석할 때 필수적이다. 특히 병원성 세균의 계통 분석 및 역학 조사에서 DNA 지문을 생성하는 표준 방법으로 사용되며, 유전체 서열 분석에서 대형 DNA 조각의 물리적 지도를 작성하는 데에도 활용된다. 실험은 일반적으로 낮은 농도의 아가로스 겔, 낮은 전압(약 6V/cm), 긴 펄스 시간(초에서 수십 분), 그리고 수일간의 긴 영동 시간을 필요로 한다.